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May 01, 2024

Evolución de la proteína 1 (VP1) del virus de la polio Sabin en pacientes con parálisis flácida aguda de 2010 a 2016 en Uganda

Virology Journal volumen 20, Número de artículo: 172 (2023) Cita este artículo 78 Accesos 2 Detalles de Altmetric Metrics La parálisis fláccida aguda (PFA) es un efecto secundario poco común de la vacuna oral contra la polio, pero puede

Revista de Virología volumen 20, Número de artículo: 172 (2023) Citar este artículo

78 Accesos

2 altmétrico

Detalles de métricas

La parálisis fláccida aguda (PFA) es un efecto secundario poco común de la vacuna oral contra la polio, pero puede asociarse con brotes y discapacidad permanente en pacientes que albergan poliovirus circulantes derivados de la vacuna (cVDPV). Con el avance de la abolición de la polio a la vista, los cVDPV están provocando brotes y ralentizando el proceso de erradicación de la polio. La proteína 1 del virus de la polio (VP1) contiene el sitio de unión que es clave para la transmisión del virus. Comprender la evolución de VP1 entre los pacientes con AFP podría arrojar más información sobre los primeros eventos de los cVDPV. Los poliovirus se identificaron a partir de muestras de heces de pacientes con PFA mediante cultivo celular; y confirmado mediante ensayos de diferenciación intratípica por RT-PCR en tiempo real y ensayos de poliovirus derivados de vacunas. Se secuenciaron setenta y nueve (79) poliovirus tipo Sabin 1 (SL1) y 86 poliovirus tipo Sabin 3 (SL3). Las sustituciones de aminoácidos VP1 T106A en Sabin poliovirus 1 y A54V en Sabin poliovirus 3 fueron comunes entre los pacientes con AFP, como se ha encontrado en estudios anteriores. Otras sustituciones que se asociaron con AFP fueron: T290A y A54T en SL1 y SL3 respectivamente. Las mutaciones de nucleótidos que eran comunes entre los pacientes con AFP incluyeron T402C, C670A y T816C en SL1, y G22A, C375Y, A472R y A694T en los poliovirus SL3. Caracterizar las mutaciones asociadas con la AFP podría contribuir a los esfuerzos realizados para mitigar el riesgo de poliovirus derivados de vacunas y promover el desarrollo de vacunas más seguras.

El poliovirus pertenece a la especie Enterovirus C y tiene 3 serotipos; serotipo 1, 2 y 3. La transmisión se produce por vía fecal-oral. El virus se multiplica en el intestino y en el 2% de las personas infectadas ingresa y se replica en el sistema nervioso provocando una parálisis muscular que se manifiesta como parálisis fláccida aguda [1]. La parálisis fláccida aguda (PFA) se caracteriza clínicamente por la aparición repentina de debilidad y fiebre. El paciente presenta parálisis asimétrica y tono muscular reducido; sin embargo, la sensación permanece intacta [2].

El genoma del poliovirus tiene 7,5 kb de largo con un marco de lectura abierto que se traduce en cuatro proteínas estructurales (VP1-VP4) y proteínas virales no estructurales (2A-2C, 3A-3D). La proteína VP1 desempeña un papel en la unión del virus y se ha utilizado para tipificar y rastrear la transmisión del poliovirus [3]. Además, se ha demostrado que predice la inferencia filogenética para el genoma completo, por lo que la proteína pequeña se ha utilizado para estimar la relación evolutiva de los poliovirus [4]. El empaquetamiento y liberación del ARN del virus se ha mapeado en el extremo amino de la región VP1 [5]. Por último, el VP1 forma parte del principal sitio de neutralización que rara vez contribuye al escape del virus [6, 7].

La evolución de VP1 del poliovirus se produce debido a la falta de un mecanismo de lectura de prueba de exonucleasa 3'-5' para la ARN polimerasa dependiente de ARN codificada por el virus [8, 9]. Durante la replicación del virus, la ARN polimerasa introduce mutaciones en el genoma del virus, algunas de las cuales ocurren en la región VP1 y ocasionalmente se asocian con la reversión a un rasgo neuropatogénico. La tasa de incorporación errónea de bases oscila entre 10−5–10−3 por ciclo de replicación [10, 11]. Las sustituciones de VP1 se acumulan a un ritmo mayor en los poliovirus tipo Sabin que en los poliovirus salvajes [12] y ocurren dentro del primer o segundo mes después de la administración de la vacuna oral contra la polio (OPV) [13, 14].

Se han identificado numerosas mutaciones entre pacientes de AFP. Por lo general, se trata de mutaciones sinónimas silenciosas y se aplica una restricción selectiva a las que no son sinónimas [15, 16]. Yan et al. [17] identificaron una mutación de nucleótido C161U que resultó en la sustitución A54V en 3 de 4 poliovirus tipo 3 tipo Sabin recolectados de un grupo de pacientes con PFA de alto riesgo. En otro estudio, se informaron cambios de aminoácidos en VP1 de los poliovirus Sabin 1, a saber, H149Y, T106A o I90L, entre pacientes con PFA con parálisis residual [18].

Las mutaciones atenuantes como la T6I en el poliovirus Sabin 3 [19] y las mutaciones únicas también pueden alterar la patogénesis; una única mutación (I143T) en la región VP1 del poliovirus 2 de Sabin se ha asociado con la neuropatogénesis [20]. Numerosas mutaciones entre pacientes con PFA dan como resultado poliovirus derivados de vacunas (VDPV) y se clasifican como VDPV tipo 1, 2 y 3 [21].

El objetivo de este estudio fue caracterizar las mutaciones VP1 de los aislados de poliovirus Sabin de serotipo 1 y 3 que están asociados con la parálisis fláccida aguda en Uganda. Este estudio podría proporcionar información adicional sobre los primeros eventos de los poliovirus derivados de vacunas y podría abrir vías de intervención.

Es un estudio transversal retrospectivo diseñado para investigar mutaciones que son comunes en pacientes con parálisis flácida aguda. El permiso para realizar este estudio se obtuvo del Ministerio de Salud de Uganda, el propietario de las muestras y el Comité de Ética e Investigación del Instituto de Investigación de Virus de Uganda aprobaron el estudio.

Los aislados de poliovirus archivados de pacientes con PFA de edades comprendidas entre 1 día y 180 meses se identificaron mediante el sistema nacional de vigilancia de PFA de rutina. Los poliovirus Sabin 1 y 3 que se investigaron se recolectaron entre 2010 y 2016 antes del cambio de la OPV trivalente (OPV 1, 2 y 3) a la OPV bivalente (OPV1 y 3). La incidencia de pacientes con PFA durante este período osciló entre el 2,3 y el 8,5% (datos no publicados). El porcentaje descrito representa el número de pacientes con PFA que estaban eliminando el poliovirus en comparación con el número total de pacientes con PFA que se informaron anualmente. La tasa más alta se observó en 2016 y correspondió al período de campañas intensificadas contra la polio antes del cambio.

El aislamiento del poliovirus se caracterizó principalmente mediante cultivo celular utilizando líneas de células L derivadas de rabdomiosarcoma (RD) y de ratón (L20B) [22]. Luego, el tipo de poliovirus se confirmó mediante ensayos de diferenciación intratípica con transcriptasa inversa en tiempo real y ensayos de poliovirus derivados de vacunas (ensayos rRTPCR ITD y VDPV) [23].

La extracción de ARN se realizó a partir de aislados de virus archivados utilizando el mini kit QIAamp Viral RNA (Qiagen) de acuerdo con el protocolo del fabricante.

El procedimiento fue adoptado y optimizado utilizando el protocolo estándar para la caracterización del gen VP1 (Laboratorio CDC). Se utilizó la RT-PCR de un paso de Qiagen según el protocolo del fabricante. Brevemente, la RT-PCR que amplificaba 1,1 kb que abarcaba la región VP1 se realizó en una reacción de 50 µl que consistía en: 30,5 µl de agua libre de RNasa; 10,0 µl 5 × tampón de RT-PCR Qiagen One Step; 2,0 µl de dNTP (10 mM cada uno); 2,0 µl 5 × mezcla de enzimas Qiagen One Step RT-PCR; 1,0 µl de cebador Y7R (40 pmol/ µl), 5′GGTTTTGTGTCAGCITGYAAYGA-3′; 1,0 µl de cebador Q8 (10 pmol/ µl), 5'AAGAGGTCTCTRTTCCACAT-3'; 0,5 µl de inhibidor de RNasa (40 U/µl) y 3,0 µl de la plantilla (extracto de ARN). La condición de termoperfil utilizada para las reacciones de RT-PCR fue la siguiente: transcripción inversa 50 °C durante 30 min, inactivación de enzima RT 95 °C durante 15 min; amplificación: 94 °C durante 30 s, 45 °C durante 30 s, 72 °C durante 1 min × 35 ciclos; extensión final 72 °C por 10 min; y finalmente se dejó reposar a 4°C.

Se pesó un gramo (1,00 g) de polvo de agarosa y se añadió a 100 ml de tampón TBE al 0,5% que se calentó y enfrió. Se añadieron al gel cuatro microlitros (4,0 µl) de bromuro de etidio y se colocó un peine en la bandeja de fundición para crear pocillos para las muestras. Una vez solidificado el gel, se cargaron los productos de la PCR en los pocillos. Se agregaron un marcador de escalera de ADN molecular de 100 pb y una muestra de control positivo para dimensionar el amplicón y garantizar que se amplificara el fragmento de virus correcto. Los productos de la PCR se procesaron a 130 V durante 45 minutos en el tanque de electroforesis. Después de la electroforesis en gel, los productos de ADN de 1,1 kb se observaron bajo luz ultravioleta y se tomaron imágenes para documentación. Los productos de ADN se almacenaron a 20 °C hasta pruebas adicionales.

El kit de limpieza de PCR con interruptor de carga de Invitrogen se utilizó de acuerdo con el protocolo del fabricante. Brevemente, la unión del ADNc se logró cuando se mezclaron 50 µl del tampón de purificación y 50 µl del producto de PCR junto con 10 µl de las perlas magnéticas Charge Switch en un tubo de microcentrífuga y se incubaron a temperatura ambiente durante un minuto. Luego se colocó la mezcla en una rejilla Magna y se eliminó y descartó el sobrenadante. El ADN complementario (ADNc) unido a las perlas se lavó dos veces usando 150 µl de tampón de lavado para cada muestra. La muestra se retiró nuevamente del rack y se agregaron 50 µl del tampón de elución. Las perlas y el tampón se mezclaron mediante pipeteo suave. La mezcla se volvió a colocar en el Magna Rack y se incubó durante 1 min. El sobrenadante que contenía el ADNc purificado se recogió, se cuantificó mediante nanodrop y se almacenó a -20 °C.

Se utilizó el kit de secuenciación de ciclos Big Dye Terminator v3.1 según el protocolo del fabricante. Brevemente, se configuró una reacción de secuenciación de 10,0 µl que consta de: 5,0 µl de H20 libre de RNasa, 1,0 µl de tampón de secuenciación × 5, 1,0 µl de cebador (3,2 pmol) (principalmente 246S/249S/249A/Q8 para SL1 o 248S/251S/261A /Q8 para SL3), 2,0 µl de tinte grande y 1,0 µl de [ADNc] (20-40 ng). La reacción de control positivo de secuenciación consistió en: 4,5 µl de dH20, 1,0 µl de Seq. tampón, 1,25 µl de cebador M13, 2,0 µl de colorante Big y 1,25 µl de ADN pGEM. Se utilizó la siguiente condición de termoperfil para las reacciones de secuenciación: amplificación 95 °C durante 15 s, 42 °C durante 15 s, 60 °C durante 4 min durante 25 ciclos y se dejó mantener a 4 °C. Luego, el ADN se almacenó a -20 °C.

La limpieza del producto de secuenciación se realizó utilizando Agencourt 'Clean SEQ según el protocolo del fabricante con una modificación. Brevemente, se agregaron 10 µl de perlas magnéticas a cada muestra. Se añadieron a la muestra cuarenta y dos (42) µl de etanol al 85% y se mezclaron para formar una mezcla homogénea. Para mejorar la unión al ADN, la placa se dejó durante 5 minutos antes de colocarla en el imán (modificación). Luego se colocó la placa en el bloque Magnetic Agencourt durante 5 min. Se eliminó el sobrenadante y cada pocillo se lavó dos veces usando etanol al 85% mientras la placa estaba sobre el imán. La placa se dejó secar durante 10 min a temperatura ambiente. A continuación, se añadieron 42 µl de EDTA (tampón de elución) 0,1 mM y la placa se incubó a temperatura ambiente durante 5 minutos para eluir el ADN. Se retiraron cuidadosamente treinta (30) µl de la solución transparente que contenía el ADN eluido con una pipeta, asegurándose de que no quedaran restos de perlas. El producto de ADN se transfirió a los nuevos pocillos listos para cargarse en el detector. La placa se selló con septos y se almacenó a -20 °C hasta que se ejecutó en el analizador genético 3500 ABI.

Los contigs VP1 completos se ensamblaron utilizando el software Sequencher 4.10.1. La alineación de las secuencias de consenso y la inferencia filogenética se realizaron utilizando el software de análisis de secuencia Mega 7.0 [24]. Luego se identificaron mutaciones conservadoras y no conservadoras en VP1 en cada alineación independiente. La identificación de mutaciones de nucleótidos y aminoácidos se realizó mediante recuento cuando los cambios en los residuos de nucleótidos y aminoácidos se compararon con los poliovirus Sabin 1 y 3 de referencia. Las mutaciones se capturaron como diferencias puntuales de nucleótidos y aminoácidos en las alineaciones de secuencias de VP1 del estudio.

Se descargaron y analizaron secuencias de poliovirus VP1 de brotes relacionados con VDPV circulantes [25] del Centro Nacional de Información Biotecnológica (NCBI). Estaban disponibles cincuenta y nueve (59) y 24 secuencias de SL1 y SL3. Los sitios de mutación de VP1 del estudio descritos se compararon con los identificados en los virus de los brotes notificados.

Las muestras del estudio investigadas se obtuvieron amablemente del sistema nacional de vigilancia de PFA de rutina y los datos reportados se obtuvieron de la “herramienta de recopilación de datos de investigación de poliomielitis/PFA para enfermedades agudas”. La presentación clínica, el historial de vacunación y el seguimiento preliminar de la muestra se obtuvieron de la herramienta de recolección. El seguimiento de Sabin se realizó en los casos de PFA en los que se aislaron virus tipo Sabin.

El protocolo de secuenciación VP1 se optimizó principalmente para detectar secuencias de polio. Se secuenciaron un total de 79 SL1 y 86 SL3 de los aislados de poliovirus archivados. En total, había 65 SL1, 81 SL3 y 16 mezclas de poliovirus SL1 y SL3. Dos (2) secuencias SL1 y 7 SL3 fallaron en la secuenciación y faltaron 4 SL3. Se observaron veintinueve y 50 mutaciones en el poliovirus Sabin 1 y 3 respectivamente. Las mutaciones de nucleótidos y aminoácidos identificadas se muestran respectivamente a continuación en las Tablas 1 y 2.

En este estudio se han descrito cambios conservadores y no conservadores. Una sustitución de nucleótidos que cambia la propiedad de los aminoácidos correspondiente en la proteína se denomina sustitución no conservadora ('NC'), mientras que una sustitución de nucleótidos que no cambia la propiedad de los aminoácidos en la proteína se denomina sustitución conservadora ('C') ( véanse las Tablas 1 y 2 a continuación).

Hubo más mutaciones VP1 para el poliovirus Sabin 3 que para el poliovirus Sabin 1 (SL1). Los virus SL1 contenían 29 mutaciones con 4 sustituciones no conservadoras en comparación con SL3 que contenía 50 mutaciones con 3 sustituciones no conservadoras.

En la Tabla 3, situada después del texto, se muestra una presentación complementaria de las mutaciones de nucleótidos VP1 para las secuencias SL1 y SL3.

En la Tabla 3 se han identificado un total de 24 SL1 y 33 SL3 VP1 mutantes. La frecuencia de las mutaciones de nucleótidos para SL1 y SL3 también se puede deducir de la Tabla 3. Los sitios de mutaciones de nucleótidos comunes (que aparecen más de una vez) en SLI fueron: A316R/G, T402C, C670A, T816C y G870R, y los de SL3 fueron: G22A/R, G160A, C161T, C375Y, A472R y A694T/W. La tasa de mutación VP1 estimada para los virus SL1 y SL3 en este estudio es 4,1 × 10−4 (29 × 100/79 × 906) y 5,2 × 10−4 (50 × 100/86 × 900) respectivamente.

En la figura 1 a continuación se muestra un mapa de Uganda que muestra los distritos de origen de las mutaciones no conservadoras de VP1 entre los pacientes con AFP.

Mapa de Uganda que muestra los distritos de origen de las mutaciones no conservadoras de VP1 entre los pacientes con PFA

Los mutantes VP1 no conservadores se identificaron en distritos de todo el país en momentos específicos. Para comprender mejor la variación de la secuencia de VP1, se realizó una inferencia de filogenia para referenciar los poliovirus Sabin 1 y 3 (datos no mostrados). Hubo una divergencia mínima de nucleótidos entre las secuencias de Sabin 1 y 3; sin embargo, el aislado UGA-16-3603/4 divergió del poliovirus 3 de Sabin de referencia. Los sitios de mutación de VP1 del estudio descritos se compararon con los identificados en los virus de los brotes de cVDPV notificados. Mutación T106A en virus SL1; y A54V y M105T en los virus SL3 también existían en los VDPV [25, 26].

A continuación se muestra la Tabla 4 que muestra la relación de la dosis de OPV con las mutaciones identificadas en SL1 y SL3.

El sesenta y siete por ciento (67%) de los pacientes con AFP seleccionados en la Tabla 4 anterior habían recibido dosis adecuadas de OPV. La parálisis fláccida aguda se relacionó con múltiples mutaciones de VP1 en SL3 en comparación con los aislados de SL1. Los niños que han sido investigados anteriormente se recuperaron sin parálisis residual.

Se utilizó la prueba de Mann-Whitney para establecer la relación entre el "intervalo desde la vacunación hasta la recogida de muestras" y las "mutaciones VP1". La evaluación se vio limitada por los datos faltantes; A muchos niños les faltaba la fecha de vacunación. Se esperan dos muestras por niño; para evitar el sesgo de medida repetida se consideró una muestra por niño y se analizó el 42% de las muestras. No hubo diferencias en el "intervalo de vacunación" entre los niños que tenían una mutación y los que no la tenían (valor de p 0,867).

No se detectaron poliovirus derivados de la vacuna ni poliovirus de tipo salvaje entre las muestras recolectadas entre 2010 y 2016. No se identificó ningún poliovirus de tipo 2 porque la secuenciación del virus se realizó después del cambio de la OPV trivalente a la bivalente cuando se suspendió el trabajo con los poliovirus de tipo 2 en virtud de la contención del Plan de Acción Mundial de la OMS (GAP III). Se destruyeron todos los aislados del virus de la polio tipo 2 y sólo se investigaron los aislados SL1 y SL3. Hubo 29 mutaciones versus 4 mutaciones no conservadoras para el poliovirus Sabin 1 y 50 mutaciones versus 3 mutaciones no conservadoras para el poliovirus Sabin 3, lo que implica una selección negativa sólida para el poliovirus Sabin 3. Varias sustituciones de aminoácidos fueron comunes entre los aislados SL1 y SL3. y estos incluían T106A, T290A, A54V y A54T.

Para SL1, se identificó T106A en 3 aislamientos de niños que residían en diferentes distritos, a saber, Soroti, Kyankwanzi y Bududa en 2011, 2014 y 2015, respectivamente. Kyankwazi y Bududa están separados por 530 km y tuvieron un intervalo de detección del virus de 8 meses. La distancia y el intervalo de tiempo del procesamiento de las muestras no predijeron un posible vínculo epidemiológico. La mutación T290A en SL1 también se informó en tres pacientes con PFA del distrito de Tororo en 2012; y los distritos de Kween y Bushenyi en 2015. Bushenyi y Kween están separados por 631 km y el intervalo de tiempo de procesamiento de muestras para los dos virus fue de 1 mes. Hubo una limitación del estudio en el sentido de que las muestras de otros países que se procesaron aproximadamente al mismo tiempo que se identificó la mutación no pudieron incluirse ni secuenciarse debido a cuestiones éticas.

Se identificó otra mutación, A54V, en SL3 y se detectó en 3 aislamientos de los distritos de Soroti, Iganga y Rubirizi. Los aislados de Soroti e Iganga se identificaron en 2012 mientras que el aislado de Rubirizi se identificó en 2014. Los ejemplares identificados en el mismo año tuvieron una diferencia de 5 meses entre el tiempo de procesamiento. Una vez más, el intervalo de tiempo no fue compatible con un vínculo epidemiológico. Se detectó otra mutación en la misma posición A54T. Esta mutación también se detectó en tres pacientes con PFA de los distritos de Maracha, Oyam y Mityana en 2011, 2014 y 2015. El distrito de Oyam está a 320 km de distancia del distrito de Mityana y los dos virus de ambos distritos se detectaron en un intervalo de tiempo de 8 meses. La sustitución de aminoácidos de VP1 en la posición 106 para los virus SL1 y 54 para los virus SL3 existía tanto en las secuencias de AFP como en las de VDPV informadas. Las mutaciones en estos sitios podrían estar relacionadas con poliovirus derivados de vacunas.

La secuencia del virus UGA-16-3603/4 se obtuvo de un niño de 2 meses que desarrolló AFP un día después de recibir OPV1. El aislado detectado contenía 4 mutaciones y divergía de la secuencia de referencia SL3 VP1. Es poco probable que el virus haya evolucionado en el receptor un día después de recibir la vacuna. Hay dos escenarios posibles; el mutante podría haber evolucionado a partir de la primera dosis de OPV o podría haber sido un caso de propagación ambiental. El niño residía en el distrito de Bududa, que tenía una cobertura subóptima de tOPV + 3 durante el período de estudio [27]. Este distrito es uno de los distritos de difícil acceso donde se producen desastres naturales como los deslizamientos de tierra.

Sería interesante saber si entre los niños de la AFP que diseminan el virus hay niños inmunodeficientes. No es posible identificar a estos niños en este estudio porque las muestras para la vigilancia de la AFP se obtienen sólo en dos momentos dentro de un intervalo de 24 a 48 h.

En general, los pacientes con PFA de las diferentes regiones de Uganda no evolucionaron a poliovirus derivados de la vacuna, lo que implica que la inmunidad de la población era adecuada y capaz de interrumpir la transmisión. La cobertura nacional de OPV3+ osciló entre el 80 y el 90% durante el período del estudio [28]. En 2012, 2015 y 2016 se llevaron a cabo campañas contra la polio en todo el país y, además, también se llevaron a cabo campañas específicas en las regiones de alto riesgo de transmisión del VDPV y del poliovirus salvaje.

Este estudio ha descrito y respaldado varias mutaciones de VP1 comunes entre los pacientes con AFP. Los datos generados podrían respaldar innovaciones para diseñar vacunas atenuadas más seguras.

En este estudio, se utilizaron aislados de virus y los virus adaptados al cultivo podrían presentar un sesgo. No fue posible relacionar adecuadamente las "dosis de OPV" y el "intervalo de vacunación" con las "mutaciones de VP1" debido a una brecha en la documentación.

Todos los datos generados durante este estudio aparecen en el artículo publicado.

Proteína viral 1

Parálisis flácida aguda

Poliovirus derivado de la vacuna

Poliovirus tipo Sabin 1

Poliovirus tipo Sabin 3

Ácido ribonucleico

Vacuna oral contra la polio

Células de rabdomiosarcoma

Células L de ratón específicas para poliovirus

Reacción en cadena de la polimerasa

PCR con transcriptasa inversa en tiempo real

Diferenciación intratípica

Centros de Control y Prevención de Enfermedades

Tris-Borato-EDTA

Ácido desoxirribonucleico

ADN complementario

Ácido etilendiaminotetraacético

Sustitución conservadora de aminoácidos

Sustitución de aminoácidos no conservadora

Centro nacional de información biotecnológica.

Organización Mundial de la Salud

Plan de acción mundial III

Racaniello VR. Cien años de patogénesis del poliovirus. Virología. 2006;344:9–16.

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Nomoto A. Sin título de erradicación de la poliomielitis. Nat Inmunol. 2002;3(3):205–8.

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Kew OM, Mulders MN, Lipskaya GY, da Silva EE, Patlansch MA. Epidemiología molecular de los poliovirus. Semin Virol. 1995;6(6):401–14.

Artículo de Google Scholar

Liu Y, Ma T, Liu J, Zhao X, Cheng Z, Guo H, et al. Análisis bioinformático y diversidad genética del poliovirus. J Med Microbiol. 2014;63:1724–31.

Artículo PubMed Google Scholar

Kirkegaard K. Las mutaciones en VP1 del poliovirus afectan específicamente tanto la encapsidación como la liberación del ARN viral. J Virol. 1990;64(1):195–206.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Shaw J, Jorba J, Zhao K, Iber J, Chen Q, Adu F, et al. Dinámica de la evolución de los sitios antigénicos neutralizantes del poliovirus y otros dominios funcionales de la cápside durante un brote grande y prolongado. J Virol. 2018;92(9):10–1128.

Artículo de Google Scholar

Chen Z, Fischer ER, Kouiavskai D, Hansen BT, Ludtke SJ, Bidzhieva B, et al. Los anticuerpos antipoliovirus humanos de neutralización cruzada se unen al sitio de reconocimiento del receptor celular. Proc Natl Acad Sci EE.UU. A. 2013;110(50):20242–7.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Jorba J, Campagnoli R, De L, Kew O. Calibración de múltiples relojes moleculares de poliovirus que cubren un rango evolutivo extendido. J Virol. 2008;82(9):4429–40.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kew OM, Sutter RW, De Gourville EM, Dowdle WR, Pallansch MA. Poliovirus derivados de vacunas y la estrategia final para la erradicación mundial de la polio. Ann Rev Microbiol. 2005;59:587–635.

Artículo CAS Google Scholar

Ward CD, Flanegan JB. Determinación de la frecuencia de error de la ARN polimerasa del poliovirus en ocho sitios del genoma viral. J Virol. 1992;66(6):3784–93.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

De la Torre JC, Giachetti C, Semler BL, Holland JJ. Alta frecuencia de transiciones de una sola base y frecuencia extrema de mutaciones precisas de reversión de bases múltiples en el poliovirus. Proc Natl Acad Sci EE.UU. A. 1992;89(7):2531–5.

Artículo PubMed PubMed Central Google Scholar

Famulare M, Chang S, Iber J, Zhao K, Adeniji JA, Bukbuk D, et al. Reversión de la vacuna Sabin en el campo: un análisis exhaustivo de aislados de poliovirus similares a Sabin en Nigeria. J Virol. 2016;90(1):317–31.

Artículo CAS PubMed Google Scholar

PD menor, John A, Ferguson M, Icenogle JP. Evolución antigénica y molecular de la cepa vacunal de poliovirus tipo 3 durante el período de excreción por un vacunado primario. J Gen Virol. 1986;67(4):693–706.

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Valesano AL, Taniuchi M, Fitzsimmons WJ, Islam MO, Ahmed T, Zaman K, et al. La evolución temprana de la vacuna oral contra la poliovirus está determinada por una fuerte selección positiva y estrechos cuellos de botella en la transmisión. Microbio huésped celular. 2021;29(1):32–43.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Jorgensen D, Pons-Salort M, Shaw AG, Grassly NC. El papel de la secuenciación y el análisis genético en el programa de erradicación de la polio. Evolución del virus. 2020;6(2):veaa040.

Artículo PubMed PubMed Central Google Scholar

Wong W, Gauld J, Famulare M. De la vacuna al patógeno: modelado de la reversión del virus de la vacuna sabin 2 y la epidemiología evolutiva. 2020

Yan DM, Zhang Y, Wang DY. Análisis de 4 casos agrupados de parálisis fláccida aguda de alto riesgo en la provincia de Shanxi en 2006. Zhongguo ji = hua mian yi Chin J Vacc Immun. 2010;16(2):127–31.

Google Académico

Rahimi P, Tabatabaie H, Gouya MM, Zahraie M, Mahmudi M, Ziaie A, et al. Caracterización de mutaciones en la región VP(1) de poliovirus tipo 1 de la cepa Sabin aislados de casos de poliomielitis paralítica asociada a vacunas en Irán. J Clin Virol. 2007;39(4):304–7.

Artículo CAS PubMed Google Scholar

PD menor. La biología molecular de las vacunas contra la polio. J Gen Virol. 1992;73:3065–77.

Artículo CAS PubMed Google Scholar

De Melo Cassemiro KMS, Burlandy FM, Barbosa MRF, Chen Q, Jorba J, Hachich EM, et al. Caracterización molecular y fenotípica de un poliovirus derivado de la vacuna tipo 2 altamente evolucionado aislado del agua de mar en Brasil, 2014. PLoS ONE. 2016;11(3):e0152251.

Artículo de Google Scholar

Organización Mundial de la Salud (OMS). Directrices de la GPEI para la clasificación y notificación de poliovirus derivados de vacunas (VDPV). 2016; http://polioeradication.org/wp-content/uploads/2016/09/Reporting-and-Classification-of-VDPVs_Aug2016_EN.pdf

Organización Mundial de la Salud. Manual de laboratorio de polio [Internet]. 4ª edición. 2004. https://apps.who.int/iris/handle/10665/68762

Kilpatrick DR, Ching K, Iber J, Chen Q, Yang SJ, De L, et al. Identificación de poliovirus derivados de vacunas mediante RT-PCR en tiempo real de dos etapas. J Virol metanfetamina. 2014;197:25–8.

Artículo CAS Google Scholar

Kumar S, Stecher G, Tamura K. MEGA7: análisis de genética evolutiva molecular versión 7.0 para conjuntos de datos más grandes. Mol Biol Evol. 2016;33(7):1870–4.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kew O, Morris-Glasgow V, Landaverde M, Burns C, Shaw J, Garib Z, et al. Brote de poliomielitis en La Española asociado con poliovirus circulante tipo 1 derivado de la vacuna. Ciencias (80-). 2002;296(5566):356–9.

Artículo CAS Google Scholar

[Artículo gratuito de PMC] [PubMed] Sadeuh-Mba SA, Kavunga-Membo H, Joffret ML, Yogolelo R, Endegue-Zanga MC, Bessaud M, et al. Panorama genético y macroevolución de los virus coxsackie A cocirculantes y los poliovirus derivados de vacunas en la República Democrática del Congo, 2008-2013. PLoS descuida la destrucción de tropas. 2019;13(4):e0007335.

Artículo PubMed PubMed Central Google Scholar

Datos no publicados. Datos de país agregados para la vigilancia de la PFA, Programa Nacional Ampliado de Inmunización de Uganda/Ministerio de Salud, Uganda.

OMS y UNICEF. Uganda: Estimaciones de la OMS y UNICEF sobre la cobertura de inmunización: revisión de 2019 [Internet]. 2019 https://www.who.int/immunization/monitoring_surveillance/data/uga.pdf. Consultado el 15 de septiembre de 2021.

Descargar referencias

Los cebadores utilizados en este estudio fueron donados amablemente por Cara Burns. Ella revisó críticamente el manuscrito y, junto con Qi Chen, ayudó en la optimización del protocolo de secuenciación de VP1. La oficina de la OMS en el país y el Gobierno de Uganda ofrecieron apoyo logístico. Se extiende además el agradecimiento al Director General de Servicios de Salud del Ministerio de Salud, Dr. Henry G. Mwebesa, y a la Dirección del Instituto de Investigación de Virus de Uganda por el continuo apoyo administrativo; y al Sr. Samuel Ofori Gyasi por su ayuda con la presentación de datos. También estamos en deuda con los padres y los niños que donaron muestras e hicieron posible realizar este estudio.

La Organización Mundial de la Salud y el Gobierno de Uganda apoyaron este trabajo.

Instituto de Investigación de Virus de Uganda, Parcela 51-59 Nakiwogo Road, PO Box 49, Entebbe, Uganda

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Oficina de la OMS en el país, PO Box 24578, Kampala, Uganda

Obras de Proscovia

Organización Mundial de la Salud AFRO, África Oriental y Meridional (ESA), 82-86 Enterprise Road, Highlands, Belvedere, PO Box BE 773, Harare, Zimbabwe

Charles Rutebarika de la vida

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Conceptualización MBN; metodología MBN, HB, PN, PT, MB, RD, JPE, MT, PK, BB y JB, análisis formal HB, MBN; redacción del borrador original de la preparación MBN; redacción: revisión y edición de PT, CRB, MBN, BB, JB; supervisión CRB, BB, JB; y administración BB, JB, CRB. Todos los autores han leído y aceptado la versión publicada del manuscrito.

Correspondencia a Mary Bridget Nanteza.

La aprobación ética y la renuncia al consentimiento se obtuvieron del Comité de Ética e Investigación del Instituto de Investigación de Virus de Uganda, Referencia: GC/127/878 y GC/127/002 respectivamente.

La publicación de estos datos ha sido autorizada por el Ministerio de Salud de Uganda, Referencia: ADM.105/261/80.

Los autores declaran que no tienen intereses en competencia.

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Reimpresiones y permisos

Nanteza, MB, Bakamutumaho, B., Tushabe, P. et al. Evolución de la proteína 1 (VP1) del poliovirus Sabin en pacientes con parálisis flácida aguda de 2010 a 2016 en Uganda. VirolJ 20, 172 (2023). https://doi.org/10.1186/s12985-023-02143-7

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Recibido: 12 de octubre de 2022

Aceptado: 26 de julio de 2023

Publicado: 02 de agosto de 2023

DOI: https://doi.org/10.1186/s12985-023-02143-7

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